Arnaud TUPINIER
Ingénieur innovations technologiques - biotechnologies, CEA - Commissariat à l'é
Qualités :
Curieux, dynamique, enthousiaste et motivé, je suis très Rigoureux et Organisé. Capable de travailler de manière Autonome, j'ai d'excellentes capacités d'adaptation et de communication au sein d'une équipe.
Méthodologie :
- Gestion de projet de recherche : Définition et mise en œuvre d’une stratégie, planification et organisation du projet, conception, optimisation et validation de nouveaux protocoles, réalisation des expérimentations, analyse statistique des données et synthèse des résultats, veille scientifique et technologique.
- Formatage et diffusion des résultats : Animation de réunions, rédaction de projets, communications orales à des congrès, Évolution dans un cadre collaboratif européen et pluridisciplinaire
Compétences scientifiques et techniques :
- Biologie Cellulaire : Culture et entretient de lignées cellulaires, tests prolifératifs, analyses par cytométrie en flux, tests toxicologiques, microscopie confocale et méthodes de marquage, transfection.
- Biochimie et biologie moléculaire : PCR, construction de vecteurs d'expression levures, bactéries, baculovirus, cellules de mammifères, induction de synthèse, extraction et purification de protéines recombinantes, western blot. Manipulation de LNA, PNA, acides nucléiques, d'enymes de modification des protéines et des acides nucléiques.
Informatique : utilisation avertie de linux (et des OS unix plus généralement, office, logiciels de PAO (Photoshop, matlab, abacus...). Utilisation régulière d'outils de bio-informatique et d'imagerie (blast, serial cloner, imageJ, flowjo...)
Langues : Anglais (lu, écrit, parlé / score Toïc 890), Espagnol (Bonnes notions), Allemand (quelques notions).
60 contactsIngénieur innovations technologiques - biotechnologies, CEA - Commissariat à l'énergie atomique et aux énergies alternatives
Groupe d'innovations technologiques
CDD (12 mois)
2011 - 2011Groupe d'innovations technologiques
Stage ingénieur 3ème année (6 mois).
2010 - 2010Laboratoire de cancérologie expérimentale (LCE) : Etude de la toxicologie des nanoparticules chez l'homme. Le but de l'étude a été d'établir une classification des nanoparticules (SiO2, TiO2, nanotubes de carbone, nanodiamants...) selon leurs effets chez l'homme.
Utilisation de techniques de toxicologies conventionnelles : test de viabilité cellulaire et d'intégrité membranaire (rouge neutre, LDH, bleu trypan), mesure de l'impact sur le métabolisme cellulaire (Srb, XTT, MTT) et d'approches en cytométrie de flux (corrélation de la mortalité cellulaire à l'incorporation cellulaire des nanoparticules), en microscopie confocale (recherche de la distribution des nanoparticules après exposition 1h, 2h, 24h). Utilisation du système Xcelligence Roche.
Stage de 2ème année d'école d'ingénieur (3 mois).
2009 - 2009Service d’explorations fonctionnelles (laboratoire échographie-doppler) hôpital Henri Mondor. Formation à l’imagerie médicale : échographie, IRM, tomodensitométrie, scintigraphie, radiologie.
Stage "pré-professionnel" de 1ère année d'école d'ingénieur.
2008 - 2008Service genomic sciences : Recherche de l'implication d'une protéine particulière dans la maladie de Parkinson. Transformation de levures compétentes par des vecteurs contenant le gène codant pour la protéine d'intérêt et évaluation de la sur-expression de celle-ci sur la viabilité cellulaire et plus particulièrement évaluation du stress oxydatif (ROS) généré par la protéine. Screening de substances susceptibles de réduire ce stress oxydatif responsable de la déplétion en neurones dopaminergiques.
Techniques : PCR, western blot, microscopie confocale, culture cellulaire, utilisation de BLAST et Genbank...
Stage de dernière année de Licence (4 mois).
2006 - 2006Service d’analyses biologiques IPC (in process control) : Formation CCM, CPG, CLHP, colorimétrie, potentiomètrie, pH mètre. Rédaction d'un protocole de qualification opérationnelle d'un potentiomètre et du rapport de qualification.
CDD 2 mois.
2001 - 2001Laboratoire de culture cellulaire : Formation à la culture cellulaire (milieu de culture, lignées continues et hybridomes, comptage de cellules), microscopie optique, techniques d'immunofluorescence, extraction et purification d'ARN à partir d'organes de souris transgéniques.